详述磷酸酶抑制剂使用方法
使用方法：
1. 常用筛选浓度
注意：用来筛选稳转株的工作浓度需要根据细胞类型，培养基，生长条件和细胞代谢率而变化，推荐使用浓度为50-1000μg/mL。对于第一次使用的实验体系建议通过建立杀灭曲线（kill curve），即剂量反应性曲线，来确定最佳筛选浓度。
一般而言，哺乳动物细胞50-500μg/mL；细菌/植物细胞20-200μg/mL；真菌300-1000μg/mL。
2. 杀灭曲线的建立
注意：为了筛选得到稳定表达目的蛋白的细胞株，需要确定能够杀死未转染宿主细胞的抗生素浓度，可通过建立杀灭曲线（剂量反应曲线）来实现，至少选择5个浓度。
1） 第一天：未转化的细胞按照20-25%的细胞密度铺在合适的培养板上，37℃，CO2培养过夜；注：对于需要更高密度来检测活力的细胞，可增加接种量。
2） 根据细胞类型，设定合适范围内的浓度梯度。以哺乳动物细胞为例，可设定50，100，250，500，750，1000μg/mL。先用去离子水或者PBS buffer按照1:10的比例将母液稀释到5 mg/ml，然后按照下表稀释到相应浓度的工作液。
3） 第二天：替换旧的培养基，换用新鲜配制的含有相应浓度药物的培养基。每个浓度做三个平行孔。
4） 接下来每3-4天更换新的含药物培养基。
5） 按照固定的周期（如每2天）进行活细胞计数来确定阻止未转染细胞生长的恰当浓度。选择在理想的天数（通常是7-10天）内能够杀死绝大多数细胞的浓度为稳定转染细胞筛选用的工作浓度。
3. 稳定转染细胞的筛选
1） 转染48h后，用含有适当浓度的潮霉素B筛选培养基来传代细胞（直接传代或者稀释后传代）。
注意：细胞处于活跃分裂状态时抗生素的杀伤。则当细胞过于稠密，其效率会降低。为了得到较好的筛选效果，最好将细胞稀释至丰度不超过25%
2） 每隔3-4天更换含有药物的筛选培养液。
3） 筛选7天后观察并评估细胞克隆（集落）的形成情况。集落的形成可能还需要一周或者更多的时间，这取决于宿主细胞类型，转染，以及筛选效果。
4） 挑取并转移5-10个抗性克隆于35mm细胞培养板，继续用含药物的筛选培养液维持培养7天。
5） 之后更换正常培养基培养即可。
